具体实施方式

为了使本发明的目的、技术方案及优点更加清楚明白，以下结合实施例对本发明进行进一步详细说明。应当理解，此处所描述的具体实施例仅仅用以解释本发明，并不用于限定本发明。

CD38是作为淋巴细胞表面分化抗原被发现的，几乎存在于所有细胞的膜上，如巨噬细胞，淋巴细胞和胰腺p细胞等。CD38是一个分子量为45KD的具有特殊结构的单链II型跨膜糖蛋白，含一条胞内N末端，一个胞外的C末端和一个亲水跨膜结构域。研究表明CD38可以将NAD+催化生成cADPR，以同源二聚体的方式，转运至细胞内供细胞所需，介导胞浆内Ca²⁺的释放并参与钙离子相关信号通路。同时CD38也可以催化NAD⁺生成NAADP。CD38是哺乳动物细胞内NAD⁺糖苷水解酶之一，其可以通过调节NAD⁺的含量来影响NAD⁺的各种蛋白分子，参与分子生物学进程生物学过程，包括受精、细胞增殖、肌肉收缩、激素分泌和免疫反应等等。

本发明阐明了CD38抑制动脉粥样硬化发展的分子机制。具体为，CD38通过调控AKT-NF-κB和/或PPARγ-NF-κB信号通路，进而调控相关炎症因子的表达和分泌，例如IL-6，从而调控动脉粥样硬化的发展。更具体的，CD38缺失可增加AKT磷酸化水平，激活NF-κB信号通路；CD38缺失下调PPARγ表达，减弱对NF-κB信号通路的抑制作用。其中，“CD38缺失”是指CD38的编码基因被沉默、敲除或者不进行表达等现象。

因此，CD38将为临床上动脉粥样硬化的防治提供新思路和新的干预靶点。

为此，本发明实施例提供一种用于评估体内动脉粥样硬化性疾病或者患有动脉粥样硬化斑块发展情况的生物标志物，所述生物标志物是CD38及其编码基因。

为此，本发明实施例还提供上述的生物标志物用于评估体内动脉粥样硬化性疾病或者患有动脉粥样硬化斑块发展情况的试剂盒中的用途。

上述试剂盒具体包括用于诊断动脉粥样硬化的试剂或试剂盒、用于区分动脉粥样硬化与炎症动脉病变和先天性主动脉狭窄的试剂或试剂盒、或者用于动脉粥样硬化高危人群动脉粥样硬化筛查的试剂或试剂盒。

另外，本发明实施例还提供一种用于改善或治疗体内具有动脉粥样硬化性疾病或者患有动脉粥样硬化斑块的试剂或试剂盒，所述试剂或所述试剂盒是以巨噬细胞CD38为靶向作用的。

下面将结合具体的实施例进一步说明本发明实施例的有益效果。下方实施例涉及的实验材料及方法如下，其他未进行详细说明的实验方法、设备及材料均为常规实验方法、设备及材料。

1、巨噬细胞CD38特异性基因敲除小鼠的构建

(1)构建原理

构建原理如图1所示，在小鼠CD38基因(Gene ID:12494)，2、3号外显子两侧插入flox位点构建为CD38^fl/fl小鼠，与工具鼠LysM^cre进行杂交从而得到CD38^fl/flLysM^cre小鼠；最后再与ApoE^-/-小鼠进行杂交，获得ApoE^-/-背景下的巨噬细胞特异性敲除CD38的动脉粥样硬化模型小鼠(ApoE^-/-CD38^fl/flLysM^cre，实验组小鼠)以及对照组小鼠(ApoE^-/-CD38^fl/fl)。ApoE^-/-背景下的小鼠可以在西方饮食喂养下，形成动脉粥样硬化，用于本课题的研究。

ApoE^-/-小鼠购自北京维通利华公司；工具鼠LysM^cre和全基因CD38敲除小鼠均为美国The Jackson Laboratory实验室提供。

本实验所使用的ApoE^-/-CD38^fl/fl和ApoE^-/-CD38^fl/flLysM^cre小鼠均于南昌大学转化医学研究院转基因动物中心进行饲养和交配繁殖。

(2)基因型的鉴定

1)取小鼠尾巴，酒精消毒后剪约0.5cm置于ep管中，每管中加入200μ1鼠尾裂解液(Lysis Buffex)和蛋白酶K溶液5μ1。确保尾巴位于液面以下，盖好EP管盖子。放于浮漂上，于56℃水浴过夜裂解。

2)次日，小鼠尾巴裂解充分后，从水浴锅中取出，涡旋振荡使尾巴溶于溶液中。16000rpm离心，5min，上清转移到EP管中。加入20μl 5M NaCI溶液，混匀后加入异丙醇溶液200μl。上下颠倒，见到絮状物即为DNA，表明提取成功。16000rpm离心5min，弃上清。

3)加入1ml 75％乙醇清洗1次，离心16000rpm，5min，弃上清。

4)根据沉淀量加入20-50μ1无核酶水溶解沉淀，使DNA浓度大概100ng/μ1左右。放于4℃暂存。

5)PCR反应体系：2×Taq Mix 6.25μ1，ddH₂O 4.25μ1，上下游引物1μ1；DNA模板1μ1，总共12.5μ1。

CD38 flox，上游引物：CATAGTGAACGGATTGTTATCTG，如SEQ ID NO.13所示；

下游引物：AGATGGAGACTGACCTAGGAGG，如SEQ ID NO.14所示。

LysM^cre的引物如下，其中C+W或C+M分别为上下游引物：

LysM^cre-C:CTTGGGCTGCCAGAATTTCTC，如SEQ ID NO.15所示；

LysM^cre-W：TTACAGTCGGCCAGGCTGAC，如SEQ ID NO.16所示；

LysM^cre-M：CCCAGAAATGCCAGATTACG，如SEQ ID NO.17所示。

6)对于CD38是按照如下条件进行PCR：

94度5min预变性；94度30s、60度30s、72度30s扩增35个循环；最后72度延伸10min。

对于LysM^cre是按照如下条件进行PCR：

C+W：94度5min预变性；94度30s、63度30s、72度25s扩增35个循环；最后72度延伸10min。

C+M：94度5min预变性；94度30s、63度30s、72度45s扩增35个循环；最后72度延伸10min。

7)紧接着对PCR产物进行琼脂糖凝胶电泳检测。

构建结果图2所示。如图2A、图2B所示的是利用鼠尾DNA进行PCR鉴定的小鼠基因型。若PCR结果仅在313bp的位置显示条带即为CD38^fl/fl纯合子小鼠，若在313bp和233bp处均有条带显示的即为CD38^fl/-杂合子小鼠。若PCR结果在约700bp位置显示条带的为LysM^cre小鼠。当小鼠尾巴DNA的PCR结果同时显示含有313bp和700bp位置的条带即为巨噬细胞特异性敲除CD38小鼠(CD38^fl/flLysM^cre)。

进一步通过Western Blot和qRT-PCR方法检测确定CD38特异性敲除小鼠骨髓来源巨噬细胞中CD38蛋白和mRNA含量极低(图2C-E)；同样确定CD38特异性敲除小鼠腹腔巨噬细胞中CD38蛋白和mRNA的含量也极低(图2F-H)。巨噬细胞CD38的敲除效率均达70％以上，这表明小鼠巨噬细胞中CD38敲除成功。

3、分析高脂饮食诱导的动脉粥样硬化小鼠模型

本实验所使用的所有小鼠都来自于南昌大学转化医学研究院转基因动物中心SPF级动物房，每天12小时光照。实验小鼠均为8周左右的C57BL/6背景小鼠。

将上述的小鼠：对照组小鼠(ApoE^-/-CD38^fl/fl)和实验组小鼠(ApoE^-/-CD38^{fl/ fl}LysM^cre)，每组小鼠12只，高脂饮食喂养16周(江苏美迪森生物医药有限公司饲料型号：MD12015，含有21％乳脂、0.5％胆固醇)。每周检测小鼠的体重，观察变化，进行统计分析。16周后处死小鼠，收集小鼠主动脉和血清以及巨噬细胞等，观察有主动脉斑块形成即表明高脂饮食诱导的动脉粥样硬化小鼠模型建立成功。

4、小鼠主动脉取样及冰冻切片

(1)主动脉取样

高脂饮食喂养后的小鼠颈脱臼处死，小心剥离小鼠主动脉(注意主动脉弓出的三个分叉，肾主动脉分叉，以及股主动脉分叉)，在体式显微镜下用显微镊和显微剪剥去主动脉外多余脂肪。将剥离好的主动脉放在4％PFA中固定。小心剥离小鼠主动脉根部。

(2)脱水包埋及冰冻切片

1)将主动脉根部放入浓度为30％的蔗糖水溶液中，放置在4℃冰箱中，主动脉根部漂浮在液面上。

2)脱水过夜，主动脉根部沉降与液面底部，即为脱水成功。

3)取出主动脉根部，小心夹取，滤纸吸取多余溶液，将主动脉根部小心的摆放在冰冻切片包埋盒中。加入包埋剂，使用标签备注组织编号。放入-80℃冰箱冷冻1～2min，按压包埋盒，取出包埋块，-80℃冰箱保存。

4)预冷冰冻切片机，准备好切片所用的载玻片，细毛笔，包埋剂，刀片等。

5)取出包埋块，放入冰冻切片机中，用包埋剂将组织块茹附在铁托上，进行切片。注意主动脉根部的组织结构。需要暴露出主动脉窦三个腔的结构。

6)收片，在载玻片上备注好所切组织的信息和编号。将载玻片放置于组织切片盒中，放在-40℃冰箱保存。

5、主动脉染色及切片染色

1)主动脉油红O染色

按照上述方法将剥离好的主动脉放在4％PFA中固定过夜；PBS浸泡5分钟，洗去固定液。然后加入油红O工作液中室温染色1小时；使用60％异丙醇洗去多余的油红染液并多次用蒸馏水清洗，显微镜下观察主动脉，剥除主动脉外侧红色脂肪部分；将主动脉剖开，用昆虫针固定在板子上，体式显微镜下观察拍照(主动脉斑块损伤区域大部分可以被染成红色)并分析小鼠主动脉损伤面积。

2)冰冻切片油红O染色

按照上述方法制作的冰冻切片从-40℃冰箱中取出，室温晾干30分钟；PBS溶液浸泡l0 min，洗去包埋剂；放入油红O工作液中室温染色1小时，擦干片子上多余的油红染液，使用甘油明胶进行封片；活细胞工作站进行拍照，统计损伤面积。

3)冰冻切片H&E染色

将冰冻切片从-40℃冰箱中取出，室温晾干PBS浸泡10min去包埋剂；苏木精(过滤后)染色30s～60s，自来水冲洗1min，依次进行80％乙醇溶液2min、90％乙醇溶液2min和95％乙醇溶液2min的处理；伊红染色10s，95％乙醇溶液2min处理2次，无水乙醇溶液2min处理2次；二甲苯透明3min处理2次。最后在通风厨中，滴加中性树脂进行封片，正置荧光显微观察拍照，统计坏死核心面积。

4)免疫荧光染色

将冰冻切片从-40℃冰箱中取出，室温晾干PBS浸泡10min去包理剂；0.1％Triton-100破膜处理10min，PBS浸泡清洗2次；免疫组化笔在需要的组织片外划圈，暗盒中加入超纯水，将玻片放在暗盒中。2％BSA封闭5min，倾去封闭液，勿洗滴加配置好的一抗，放于暗盒中，4℃冰箱，孵育过夜；PBS浸泡冲洗10min处理3次；加入荧光二抗，37℃避光孵育45min，PBS浸泡冲洗10min处理3次；DAPI染色，室温15min；抗荧光淬灭封片剂封片，避光水平放置，晾干正置荧光显微镜拍照。

6、腹腔巨噬细胞的提取及培养

给小鼠腹腔注射硫胶质溶液3ml，正常喂养5天后处死小鼠；75％乙醇消毒，剪开腹部，暴露腹膜，向腹腔推入PBS溶液，使得巨噬细胞悬浮于PBS中，吸出置于离心管中；重复操作，合并细胞液，1500rpm离心5min，弃上清；加入红细胞裂解液，重悬，冰上裂解15min，期间每5min颠倒混匀一次，1500rpm离心5min，弃上清；加入RPMI 1640培养基，吹打均匀，铺在孔板中进行培育；约1-2h细胞贴壁，换液，除去血细胞及未贴壁细胞，贴壁细胞即为腹腔巨噬细胞。

7、骨髓巨噬细胞的提取及培养

处死小鼠，75％乙醇消毒，分离股骨和胫骨，剔除肌肉组织，然后过一下75％乙醇再置于PBS中，转移至超净台；用剪刀剪开股骨和胫骨两端，用注射器吸取培养基，将骨髓吹到培养皿中，吹打培养基至细胞分散，200目尼龙筛网过筛，1000rpm离心3min，弃除上清；加入红细胞裂解液裂红后，1500rpm离心5min，弃上清；加入含有30％L929上清的条件培养基重悬，将细胞均匀铺在孔板中进行培育；细胞培养至第4天，半量换液，培养至第7天即可得骨髓巨噬细胞。

8、蛋白印迹(Western Blot)法测CD38蛋白表达量

向待测细胞中加入RIPA组织细胞裂解液(含有PMSF和cocktail以及磷酸酶抑制剂)150μl左右(取决于细胞密度和细胞大小)，并将培养皿置于摇床上摇巧15min左右；将培养皿放于冰上，使用细胞刮刀将细胞从培养皿中刮下来，然后将裂解液转移至EP管中，每5min振荡一次，共振荡3次；13000rpm离心，10min，将上清移至新的EP管中，并置于-80℃冰箱保存。后续步骤均为常规Western Blot实验方法，不做赘述。

9、ELISA测血清中炎症因子含量

分离待测小鼠血清，采用欣博盛生物科技有限公司的ELISA试剂盒进行相关炎症因子含量的检测。

10、qRT-PCR法测CD38等mRNA表达量

采用常规qRT-PCR法检测小鼠巨噬细胞中相关mRNA表达量。

1)RNA样品制备，采用TRIZOL试剂盒(赛默飞)进行提取。

2)RNA逆转录，使用赛默飞逆转录试剂盒进行。

3)qRT-PCR，其引物如下：

HUMAN-CD38-F：TGCTGATGACCTCACATGGT，如SEQ ID NO.1；

HUMAN-CD38-R：CCATTGAGCATCACATGGAC，如SEQ ID NO.2；

MOUSE-CD38-F：GAGCCTACCACGAAGCACTTTT，如SEQ ID NO.3；

MOUSE-CD38-R：GGCCGGAGGATCTGAGTGTA，如SEQ ID NO.4；

IL-6-F：GGGACTGATGCTGGTGACAA，如SEQ ID NO.5；

IL-6-R：TCCACGATTTCCCAGAGAACA，如SEQ ID NO.6；

IL-1β-F：AACCTGCTGGTGTGTGACGTTC，如SEQ ID NO.7；

IL-1β-R：CAGCACGAGGCTTTTTTGTTGT，如SEQ ID NO.8；

TNFα-F：ATGGCCTCCCTCTCATCAGT，如SEQ ID NO.9；

TNFα-R：TTTGCTACGACGTGGGCTAC，如SEQ ID NO.10；

PPARγ-F：GTGCCAGTTTCGATCCGTAGA，如SEQ ID NO.11；

PPARγ-R：GGCCAGCATCGTGTAGATGA，如SEQ ID NO.12。

11、统计学分析

本发明中使用均数±标准差(mean±SEM)表示计量资料，使用GraphPad Prism7.0软件对实验中得到的数据进行统计分析，数据多采用t test方法分析，体重数据采用Two-Away ANOVA进行分析。P<0.05，表示有显著性差异，用“*”表示；P<0.01，表示很有显著性差异，用“**”表示；P<0.001，表示极有显著性差异，用“***”表示；“NS”表示无显著性差异。

实施例1、全身敲除CD38加重高脂饮食诱导的ApoE^-/-小鼠主动脉损伤

本实施例对全身敲除CD38的ApoE^-/-小鼠主动脉损伤进行研究，采用上述实施例构建的ApoE^-/-小鼠作为对照组，和ApoE^-/-CD38^-/-小鼠作为实验组，进行高脂饮食诱导构建全身敲除CD38的动脉粥样硬化小鼠模型。

分别对实验组和对照组小鼠进行高脂饮食9周和24周后，分离小鼠主动脉，进行油红O染色。结果如图3A和图3B显示，在高脂食物喂养9周时，实验组与对照组小鼠的动脉粥样硬化斑块没有明显差异，但在喂养24周后实验组小鼠的斑块明显多于对照组小鼠。

进一步对小鼠主动脉的根部制作切片并对切片进行油红O染色，结果如图3C和3D所示，实验组小鼠的主动脉根部损伤明显高于对照组小鼠。

通过对小鼠主动脉根部切片进行H&E染色，结果如图3E和3F所示，实验组小鼠主动脉斑块中的坏死核心明显多于对照组小鼠。

由此，上述结果可知，全基因敲除CD38加重了高脂饮食诱导的ApoE^-/-小鼠的主动脉损伤，且主动脉斑块中坏死核心明显增多，预示CD38在的动脉粥样硬化发展中发挥了重要作用。

实施例2、全身敲除CD38明显增加主动脉根部巨噬细胞的含量

巨噬细胞在动脉粥样硬化的过程中起着十分重要的作用，为了探究CD38敲除后对于斑块内巨噬细胞含量的影响，本实施例对ApoE^-/-和ApoE^-/-CD38^-/-小鼠的主动脉根部进行F4/80的免疫组化染色，结果如图4A和4B显示，CD38基因敲除后主动脉根部巨噬细胞含量明显增加。

实施例3、动脉粥样硬化发展过程中巨噬细胞CD38表达降低

为了探究巨噬细胞CD38在动脉粥样硬化中的作用，本实施例首先检测了巨噬细胞CD38在动脉粥样硬化发展过程中的表达变化情况。结果显示随着喂食高脂食物时间的增加，小鼠腹腔巨噬细胞中CD38的mRNA和蛋白的表达均显著下降(图5A和图5B)。

如图5C显示，随着动脉粥样硬化的发展，主动脉根部巨噬细胞含量明显增多，而CD38的含量尤其是斑块内巨噬细胞中的含量明显下降。

因此，综合结果表明巨噬细胞CD38在动脉粥样硬化的发展中具有潜在的重要作用。

实施例4、巨噬细胞特异性敲除CD38对AS发展的影响

由于实施例1发现了CD38在的动脉粥样硬化发展的作用，实施例2发现了CD38敲除明显增加主动脉根部巨噬细胞的含量，实施例3发现在动脉粥样硬化发展过程中CD38表达下降；进而，本实施例进一步探究巨噬细胞CD38在动脉粥样硬化发生和发展中的作用。

本实施例以构建的ApoE^-/-CD38^fl/f1小鼠作为对照组，ApoE^-/-CD38^fl/f1LysM^cre小鼠作为实验组，进行高脂饮食诱导构建巨噬细胞特异性敲除CD38的动脉粥样硬化小鼠模型。

分别对实验组和对照组小鼠进行高脂饮食16周后，分离小鼠主动脉，进行油红O染色。结果如图6A和图6B所示，实验组小鼠的主动脉斑块明显多于对照组小鼠。

进一步对小鼠主动脉的根部制作切片并对切片进行油红O染色和H&E染色，结果如图6C和6D所示，实验组小鼠的主动脉根部损伤明显高于对照组小鼠。如图6E所示，通过对主动脉根部切片斑块面积的定量统计分析可得到同样的结果。

由此表明，巨噬细胞CD38缺失可促进动脉粥样硬化的发展。

实施例5、巨噬细胞CD38缺失对相关炎症因子的影响

在上述实施例中确定了巨噬细胞CD38在AS中的作用后，本实施例研究了巨噬细胞CD38缺失加重AS的分子机制。若动脉斑块中的巨噬细胞为M1型(将M1巨噬细胞归类为具有促炎表型，而M2被认为是抗炎巨噬细胞)，则将会产生大量的炎症因子和趋化因子，增强斑块内炎症反应，进一步促进斑块形成和动脉闭塞。因此，本实施例进一步检测了巨噬细胞CD38缺失对其相关炎症因子产生的影响。

图7A结果显示，骨髓衍生分化的巨噬细胞CD38缺失后，炎症因子TNFα的表达无明显变化，但IL-1β和IL-6的表达明显上升。此外，腹腔巨噬细胞CD38缺失其炎症因子TNFa、IL-1β和IL-6的表达均上升(图7B)。进一步分析小鼠血清中炎症因子变化，巨噬细胞CD38缺失后，血清中TNFα、IL-1β含量无明显变化，而IL-6含量明显上升(图7C)。这些结果均表明巨噬细胞特异性敲除CD38会促进动脉粥样硬化发展中相关炎症因子的产生。

实施例6、巨噬细胞CD38缺失对IκBα表达、AKT/p65磷酸化水平的影响

IκBα核因子κB(NF-κB)的抑制蛋白，大部分IκB的C端含有3～8个锚蛋白重复基序，并通过该基序与NF-κB结合，覆盖其Rel同源结构域的核定位序列(NLS)，抑制NF-κB的活性。

AKT也被称为蛋白激酶B(protein kinase B，PKB)，是一种分子量约为60kDa的丝/苏氨酸蛋白激酶，在哺乳动物中存在三种同工型。AKT调控多个生物过程，包括细胞存活、增殖、生长和糖原代谢，AKT信号通路与恶性肿瘤、糖尿病、类风湿关节炎等多种疾病的发生发展密切相关，越来越受到广泛的关注。许多生长因子、激素与细胞因子通过结合其同源受体酪氨酸激酶(RTK)、细胞因子受体或GPCR，以及通过触发脂质激酶PI3K的活化来激活AKT，从而在细胞质膜中生成PIP3。AKT通过其普列克底物蛋白同源(PH)结构域与PIP3相结合，导致AKT转位至细胞膜。通过双磷酸化机制，可以激活AKT。同样因为自身PH结构域而转位至细胞膜的PDK1，能够活化AKT的Thr308位点使AKT磷酸化，PDK2再对AKT的Ser473位点磷酸化才能最后导致其完全活化，也就是说羧基末端Ser473位点的二次磷酸化对于活性来说也是必要的。另外，AKT磷酸化可激活其活性，从而磷酸化IκBα使其降解并进一步磷酸化p65激活NF-κB。

为了进一步阐明CD38敲除促进炎症因子产生的分子机制，本实施例检测了NF-κB经典信号通路的相关基因。结果如图8A和图8B所示，巨噬细胞CD38缺失后，AKT磷酸化水平明显上调；IκBα的磷酸化水平不变(pIκBα，如图8C)，但IκBα的表达下调(图8D)；同时，p65的磷酸化(pp65)水平也明显上调(图8E,F)。

同时，本实施例还检测了ERK1/2和JNK的磷酸化水平(pERK1/2和pJNK)，如图9G-图9J的结果显示巨噬细胞CD38缺失不影响ERK1/2、JNK的磷酸化水平。

综合上述结果表明，CD38缺失是通过激活AKT-NF-κB的经典信号通路促进炎症因子IL-1β和IL-6等的表达。

实施例7、巨噬细胞CD38缺失引起PPARγ表达降低

过氧化物酶增殖物激活受体(PPAR)是一类配体激活的核转录因子超家族成员，包括PPARa、PPARB/8和PPARγ三种表型。其中，PPARγ通过调控JAK-STAT、激活蛋白-1(AP-1)、NF-KB和活化T细胞核因子(NFAT)等信号通路来抑制炎症反应，通过抑制泡沫细胞(foamcells)的分化、炎症反应以及细胞增殖来抑制动脉粥样硬化的发生发展。

因PPARγ能够抑制NF-κB活性，因此本实施例进一步检测了PPARγ的表达情况。如图10A-C结果显示，腹腔巨噬细胞CD38缺失PPARγ蛋白表达明显下降，但PPARγ的mRNA水平没有明显变化。该结果表明巨噬细胞CD38缺失可能通过抑制PPARγ的表达，降低PPARγ蛋白对NF-κB的抑制活性从而促进相关炎症因子的表达。

实施例8、AS患者的外周血单个核细胞(PBMC)中CD38表达明显降低

为了验证临床上的实际情况与我们结论是否一致，本实施例对动脉粥样硬化患者和健康志愿者的外周血单个核细胞进行了分离，并检测了CD38 mRNA的表达。图11结果表明，动脉粥样硬化患者外周血单个核细胞中的CD38 mRNA表达明显低于健康志愿者，与实施例进行的小鼠相关实验结果一致。

综上所述，本发明发现了CD38与动脉粥样硬化的关系，并且发现CD38作为关键因子通过调控AKTNF-κB和/或PPARγ-NF-κB信号通路，抑制相关炎症因子产生，以抑制动脉粥样硬化的发展，由此CD38可望发展成为临床上治疗动脉粥样硬化的新靶点，为进一步研究动脉粥样硬化的发病机理，探索其防治药物提供新的实验理论基础和方向。

以上所述，仅为本发明较佳的具体实施方式，但本发明的保护范围并不局限于此，任何熟悉本技术领域的技术人员在本发明揭露的技术范围内，可轻易想到的变化或替换，都应涵盖在本发明的保护范围之内。

序列表

<110> 南昌大学

<120> 动脉粥样硬化生物标志物及其应用

<160> 17

<170> SIPOSequenceListing 1.0

<210> 1

<211> 20

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 1

tgctgatgac ctcacatggt 20

<210> 2

<211> 20

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 2

ccattgagca tcacatggac 20

<210> 3

<211> 22

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 3

gagcctacca cgaagcactt tt 22

<210> 4

<211> 20

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 4

ggccggagga tctgagtgta 20

<210> 5

<211> 20

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 5

gggactgatg ctggtgacaa 20

<210> 6

<211> 21

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 6

tccacgattt cccagagaac a 21

<210> 7

<211> 22

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 7

aacctgctgg tgtgtgacgt tc 22

<210> 8

<211> 22

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 8

cagcacgagg cttttttgtt gt 22

<210> 9

<211> 20

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 9

atggcctccc tctcatcagt 20

<210> 10

<211> 19

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 10

ttgctacgac gtgggctac 19

<210> 11

<211> 21

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 11

gtgccagttt cgatccgtag a 21

<210> 12

<211> 20

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 12

ggccagcatc gtgtagatga 20

<210> 13

<211> 23

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 13

catagtgaac ggattgttat ctg 23

<210> 14

<211> 22

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 14

agatggagac tgacctagga gg 22

<210> 15

<211> 21

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 15

cttgggctgc cagaatttct c 21

<210> 16

<211> 20

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 16

ttacagtcgg ccaggctgac 20

<210> 17

<211> 20

<212> DNA

<213> Artificial Sequence

<400> 17

cccagaaatg ccagattacg 20